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檢驗檢測
實時熒光定量 PCR:了解 Ct
實時熒光定量 PCR:了解 Ct
實時熒光定量 PCR,又稱為定量 PCR 或 qPCR,可以為測定樣品中的靶標(biāo)序列或基因數(shù)量提供簡單、簡潔的方法。該方法高度簡化,有時會忽略實現(xiàn)方法方面的關(guān)鍵因素,因此導(dǎo)致出現(xiàn)問題。本文將重點強(qiáng)調(diào)設(shè)置和評估實時熒光定量 PCR 反應(yīng)時必須考慮的這些因素。
圖1.實時熒光定量 PCR 數(shù)據(jù)的圖形表示。Rn 是報告基團(tuán)染料的熒光除以惰性參比染料的熒光的比值;即,Rn 是歸一化到 Applied Biosystems? ROX? 染料的熒光信號的報告基團(tuán)信號。(A) 在此視圖中,Rn 根據(jù) PCR 循環(huán)數(shù)進(jìn)行繪制。(B) ΔRn 為 Rn 減去基線;ΔRn 根據(jù) PCR 循環(huán)數(shù)進(jìn)行繪制。(C) 擴(kuò)增圖顯示對數(shù) (Δrn) 隨 PCR 循環(huán)數(shù)的變化。
可能影響 Ct 的因素
Ct(閾值循環(huán))是擴(kuò)增曲線與閾值線的交叉點(圖 1B)。它是 PCR 反應(yīng)中靶標(biāo)濃度的相對測量。除靶標(biāo)濃度之外,還有很多因素會影響 Ct 的絕對值。我們將要討論最常見的可能影響 Ct 值的非模板依賴性因素,并描述如何評估實時熒光定量 PCR 反應(yīng)的性能。
上述圖 1 顯示實時反應(yīng)擴(kuò)增圖的幾個參數(shù)。圖 1B 中的指數(shù)期對應(yīng)于圖 1C 中的線性期。在圖 1C 中,閾值必須設(shè)在擴(kuò)增圖的線性期中。Ct 值隨模板量減少而增加。然而,反應(yīng)混合物或儀器中的任何干擾,只要能影響與 Ct 計算相關(guān)的熒光測定,都會使 Ct 值產(chǎn)生非模板依賴性的變化。因此,在不同條件下或用不同試劑進(jìn)行的 PCR 反應(yīng)產(chǎn)生的 Ct 值不可以直接進(jìn)行比較。
圖 2. 在使用具有相同 ROX 水平的兩種預(yù)混液的一次檢測中獲得的原始熒光數(shù)據(jù)。信號差異是由預(yù)混液的成分造成的。使用 Applied Biosystems? VIC?/MGB 探針在 Applied Biosystems? 7900HT 快速實時熒光定量 PCR 系統(tǒng)上執(zhí)行此反應(yīng)。x 軸顯示熒光基團(tuán)的的發(fā)射波長,y 軸顯示發(fā)射強(qiáng)度。
任何分子的熒光發(fā)射都受環(huán)境因素的影響,比如溶液的 pH 值和鹽濃度。圖 2 顯示某個 Applied Biosystems? TaqMan? 探針在兩種不同預(yù)混液背景下的原始熒光數(shù)據(jù)。請注意,盡管兩組反應(yīng)的靶標(biāo)、探針和 ROX 染料濃度都相同,預(yù)混液 A 中的熒光強(qiáng)度更高。
因此,如圖 3 所示,產(chǎn)生的 ΔRn 值也不同。請注意,熒光信號基線屬于非模板依賴性因素,兩種預(yù)混液的基線是不同的(圖 3A)。Ct 值的變化并沒有反映出反應(yīng)系統(tǒng)的整體性能(圖 3B)。靈敏度相當(dāng)?shù)念A(yù)混液產(chǎn)生的 Ct 絕對值可能不同。圖 3.使用預(yù)混液 A 和預(yù)混液 B 在等量的人類 gDNA 中進(jìn)行 RNase P 擴(kuò)增。(A) Rn 根據(jù)循環(huán)數(shù)進(jìn)行繪制,并且顯示兩個反應(yīng)的基線。(B) 對數(shù) (ΔRn) 根據(jù)循環(huán)數(shù)進(jìn)行繪制。兩種預(yù)混液的閾值(綠線)設(shè)定為相同水平。對于相同濃度的靶標(biāo)而言,預(yù)混液 B 的 Ct 值 (CtB) 早于預(yù)混液 A 的相應(yīng)值 (CtA),表明預(yù)混液 B 的基線較低。使用 Applied Biosystems? 7500 實時熒光定量 PCR 系統(tǒng)執(zhí)行所有擴(kuò)增。
Rn 值是由 Applied Biosystems? FAM? 染料的熒光除以 ROX 染料的熒光而計算得出的比率。因此,假定 FAM 染料產(chǎn)生的熒光信號保持不變,ROX 染料量越少,產(chǎn)生的 Rn 值就越高。這將導(dǎo)致 Rn 基線上升,以及隨后 ΔRn 的減少和 Ct 值的變化。通過降低 ROX 染料水平而得到不同 Ct 值,沒有對反應(yīng)的真實靈敏度產(chǎn)生任何影響,卻有著意想不到的后果。如圖 4 所示,降低 ROX 染料的濃度可能會增加 Ct 值的標(biāo)準(zhǔn)差。標(biāo)準(zhǔn)差越大,分辨靶濃度之間的細(xì)微區(qū)別的可信度就越低(參加下文的精確度一節(jié))。
圖 4. 使用包含 3 種不同濃度的 ROX 染料的預(yù)混液對 TGF-β 進(jìn)行擴(kuò)增。顯示 (A) Ct 值和 (B) 標(biāo)準(zhǔn)差隨 ROX 染料濃度的變化。降低 ROX 染料濃度導(dǎo)致 Ct 出現(xiàn)得更早,但是會增大標(biāo)準(zhǔn)差。使用 Applied Biosystems 7500 實時熒光定量 PCR 系統(tǒng)執(zhí)行所有擴(kuò)增。
PCR 反應(yīng)的效率也會影響 Ct 值。在低效率條件下進(jìn)行連續(xù)稀釋擴(kuò)增,與高效率條件下相比,可能會產(chǎn)生斜率不同的標(biāo)準(zhǔn)曲線。在圖 5 中,兩個樣品(X 和 Y)分別在低效率和高效率條件下擴(kuò)增,在靶濃度相同的條件下得到了不同的 Ct 值。在此示例中,盡管高效率條件(圖 5 中的藍(lán)色曲線)在高濃度時產(chǎn)生的 Ct 值更晚,但它在靶濃度低時卻更為靈敏。PCR 效率取決于實驗、預(yù)混液性能和樣品質(zhì)量。通常情況下,反應(yīng)效率在 90-110% 之間都是可以接受的。另一方面,假定所有其他因素如儀器、試劑和實驗完全相同, 該效率也有助于得出第一個樣品的模板量更少的結(jié)論。然而,如果產(chǎn)生兩個 Ct值使用的是不同的儀器、試劑、引物和探針或反應(yīng)體積,該結(jié)論就不成立。因此,只有在使用上文定義的相同反應(yīng)條件來比較實驗時,Ct 絕對值的比較才有意義。
圖 5.Ct 隨 PCR 效率發(fā)生變化。藍(lán)色標(biāo)準(zhǔn)曲線的效率為 100%(斜率為 –3.3)。綠色標(biāo)準(zhǔn)曲線的效率為 78%(斜率為 –4)。與高效率條件相比(藍(lán)色),在低效率條件下(綠色),擴(kuò)增量 Y 使 Ct 出現(xiàn)得更早。較低擴(kuò)增量 (X) 時則情況相反,與高效率條件(藍(lán)色)相比,低效率條件(綠色)使 Ct 出現(xiàn)得更晚。
為了比較不同條件(例如兩種不同的預(yù)混液或兩臺不同的儀器)下的兩個反應(yīng),必須評估以下參數(shù)。
動態(tài)范圍
為了正確地評估 PCR 效率,至少需要 3 次重復(fù)和至少 5 個數(shù)量級倍數(shù)的模板濃度。圖 6 說了建議此精確級別的理由,它證明在 1 個數(shù)量級倍數(shù)與 5 個數(shù)量級倍數(shù)范圍內(nèi)測試稀釋模板時,獲得的斜率或效率可能產(chǎn)生數(shù)學(xué)偏差。因此,即使檢測 100% 有效,由于每個稀釋點都存在標(biāo)準(zhǔn)差,檢測一個數(shù)量級倍數(shù)的連續(xù)稀釋時,可能獲得 70 至 170% 的范圍。在 5 個數(shù)量級倍數(shù)范圍內(nèi)做相同數(shù)量的稀釋點或重復(fù),可能的偏移只有 ±8%。這意味著在 5 個數(shù)量級倍數(shù)范圍內(nèi),如果效率為 94%,則該實驗的效率范圍介于 88% 到 100% 之間。為了準(zhǔn)確測定 PCR 反應(yīng)的效率,必須進(jìn)行 5 個數(shù)量級倍數(shù)的連續(xù)稀釋。-3.3 ±10% 的斜率意味著效率達(dá)到 100% ±±10%。PCR 反應(yīng)效率越低,那么靈敏度越低。
R2 值
另一個評估 PCR 效率的關(guān)鍵參數(shù)是 R2,它是說明如何使用一個數(shù)值預(yù)測另一個數(shù)值的相關(guān)程度的統(tǒng)計學(xué)術(shù)語。如果 R2 為 1,那么 Y 值 (Ct) 可以用來準(zhǔn)確預(yù)測 X 值(圖7A)。如果 R2 為 0,那么就不能通過 Y 值預(yù)測 X 值(圖 7B)。R2 值 >0.99 表示兩個數(shù)值之間相關(guān)的置信度良好。
精確度
標(biāo)準(zhǔn)差(偏差的平方根)是最常用的精確度計量方法。如果許多數(shù)據(jù)點都靠近平均值,則標(biāo)準(zhǔn)差就??;如果許多數(shù)據(jù)點都遠(yuǎn)離平均值,則標(biāo)準(zhǔn)差就大。
實際上,足夠多重復(fù)次數(shù)產(chǎn)生的數(shù)據(jù)集會形成大致的正態(tài)分布。這經(jīng)??赏ㄟ^經(jīng)典的中心極限定理來證明,該定理稱大量獨立同分布隨機(jī)變量的和在無限多時趨向于正態(tài)分布。如圖 8A 所示,約 68% 的值在平均值的 1 個標(biāo)準(zhǔn)差之內(nèi),約 95% 的值在平均值的 2 個標(biāo)準(zhǔn)差之內(nèi),約 99.7% 的值在平均值的 3 個標(biāo)準(zhǔn)差之內(nèi)。
如果 PCR 效率為 100%,那么 2 倍稀釋時兩個連續(xù)濃度之間的 Ct 差為1(圖 8B)。要在 99.7% 以上的情況下定量 2 倍稀釋,標(biāo)準(zhǔn)差必須 ≤0.167。標(biāo)準(zhǔn)差越大,分辨 2 倍稀釋的能力就越低。要在 95% 以上的情況下區(qū)別 2 倍稀釋,標(biāo)準(zhǔn)差必須 ≤0.250(圖 8C)。
靈敏度
無論 Ct 絕對值是多少,任何能夠有效擴(kuò)增和檢測起始模板拷貝數(shù)為 1 的系統(tǒng)都達(dá)到了靈敏度的極限。
如前文所述,效率是決定反應(yīng)靈敏度的關(guān)鍵因素(圖 5)。在檢測極低拷貝數(shù)時的另一個重要的考慮因素是,不能預(yù)期模板為正態(tài)分布。相反,它會遵循泊松分布,該分布預(yù)測在平均包含一個拷貝的起始模板的大量重復(fù)中,實際上約 37% 不含拷貝,僅有約 37% 含有 1 個拷貝,18% 應(yīng)包含 2 個拷貝(見圖 9)。因此,為了可靠地檢測低拷貝,必須做大量的重復(fù)實驗來提供統(tǒng)計顯著性,以克服泊松分布的限制。
圖 6. 準(zhǔn)確計算 PCR 效率取決于連續(xù)稀釋所用模板量的范圍。對于具有 5 個稀釋點的 2 倍稀釋(橙色)而言,其可能的偏移高于具有 5 個稀釋點的 10 倍稀釋(藍(lán)色)。
圖 7.為 2 條直線計算出 R2 值的示例。(A) x 和 y 值直接相關(guān)。(B) x 和 y 值無關(guān)。
圖 8.正態(tài)分布和標(biāo)準(zhǔn)差。(A) 已顯示數(shù)據(jù)的正態(tài)分布。PCR 效率為 100% 時,2 倍連續(xù)稀釋中的兩個連續(xù)樣品的平均值之間的 Ct 之差為1(樣品 X 和樣品 Y)。(B) 為了能夠在 99.7% 的情況下為兩個樣品定量,標(biāo)準(zhǔn)差必須低于 1 個 Ct 除以 6 個標(biāo)準(zhǔn)差的值 (1/6 = 0.167)。(C) 為了能夠在 95% 的情況下為兩個樣品定量,標(biāo)準(zhǔn)差必須低于 1 個 Ct 除以 4 個標(biāo)準(zhǔn)差的值 (1/4 = 0.25) 。
圖 9.低拷貝數(shù)的泊松分布。藍(lán)色曲線代表 3.3 pg DNA(1 個 DNA 拷貝)的泊松分布。粉色曲線代表 6.6 pg DNA(1 個細(xì)胞,2 個 DNA 拷貝)的泊松分布。
因素 建議 標(biāo)準(zhǔn) 效率 5 個數(shù)量級倍數(shù)的連續(xù)稀釋 斜率:~ –3.3R2 >0.99 精確度 最少 3 次重復(fù) 標(biāo)準(zhǔn)差 <0.167 靈敏度 泊松分布導(dǎo)致低拷貝數(shù)樣品輸入需要重復(fù)多次反應(yīng) 統(tǒng)計檢驗分析 比較不同的反應(yīng)條件時,使用效率、R2、精確度和靈敏度來確定 PCR 反應(yīng)的性能。為了精確嚴(yán)謹(jǐn)?shù)卦u估,表 1 中所列的所有因素都必須評估。除了這些因素,還必須評估和驗證合適的實驗對照(比如無模板對照、無 RT 對照)及模板質(zhì)量。
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